一、实验目的
掌握植物总RNA非变性胶电泳的原理和方法。
二、实验原理
RNA电泳可以在变性及非变性两种条件下进行。非变性电泳使用10%--14%的凝胶，不同的RNA条带也能分开，但无法判断其分子量。只有在完全变性的条件下，RNA的泳动率才与分子量的对数呈线性关系。因此要测定RNA分子量时，一定要用变性凝胶。在需快速检测所提总RNA样品完整性时，配制普通的1% 琼脂 糖凝胶即可。
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三、实验材料、器具及药品
蘑菇的总RNA溶液。 电泳仪，电泳槽，电子 天平 ， 移液器 ，枪头，微波炉，紫外透射检测仪等。 琼脂糖，1XTAE电泳缓冲液，05μg/ml溴化乙锭（EB）10X载样缓冲液。
四、实验步骤
（1）用1×TAE电泳缓冲液制作琼脂糖凝胶，加1×TAE电泳缓冲液至液面覆盖凝胶。
（2）在超净工作台上，用移液器吸取总RNA样品4μl于封口膜上。在 实验台 上再加入5μl 1×TAE电泳缓冲液及1μl 的10X载样缓冲液，混匀后，小心加入点样孔。
（3）打开电源开关，调节电压至100V，使RNA由负极向正极电泳，约30min后将凝胶放入EB染液中染色5min,用清水稍微漂洗。在紫外透射检测仪上观察RNA电泳结果。
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RNA的变性琼脂糖凝胶检测
试剂 ：
（1）MOPS缓冲液（10）:04mol/L 吗啉代丙烷磺酸（MOPS） (Ph70)，01mol/L NaAc, 10mol/L EDTA 。
（2）上样染料：50%甘油，1mmol/L EDTA ,04%溴酚蓝，04%二甲苯蓝。
（3）甲醛。
（4）去离子甲酰胺。v电泳槽清洗：去污剂洗干净（一般浸泡过夜）——水冲洗——乙醇 干燥 ——3%H2O2灌满——室温放置10分钟——01%DEPC水冲洗。
操作：
（1） 将制胶用具用70%乙醇冲冼一遍，晾干备用。
（2） 配制琼脂糖凝胶。
①称取05g琼脂糖，置干净的100ml 锥形瓶中，加入40ml蒸馏水，微波炉内 加热 使琼脂糖彻底溶化均匀。
②待胶凉至60--70 ℃，依次向其中加入9ml 甲醛、5ml 10X MOPS缓冲液和05ul 溴化乙锭，混合均匀。
③灌制琼脂糖凝胶。
（3） 样品准备：
① 取 DEPC处理过的500ul小离心管，依次加入如下试剂： 10x MOPS缓冲液2ul，甲醛35ul,甲酰胺（去离子）10ul，RNA 样品 45ul,混匀。
② 将离心管置于60℃水浴中保10分钟，再置冰上2分钟。
③ 向管中加入3ul 上样染料，混匀。
（4）上样。
（5）电泳：电泳槽内加入1XMOPS缓冲液，于75V/ml 的电压下电泳。
（6）电泳结束后，在紫外灯下检查结果。
DNA琼脂糖凝胶电泳出现拖尾的原因是什么
1 根据片段大小配制不同浓度的胶（改变分辨率），片段越小，需要胶浓度越大。
2 胶要现制先用
3 选择合适的Marker
4 配胶的缓冲液与电泳缓冲液要是同一种，且浓度一致（1倍）
5 点样时要加入loading buffer，并注意，不要将样点到点样孔之外（飘样），也不要将胶戳漏（漏样）
6 根据片段大小，及电泳检测目的，选择合适的电压及电泳时间
7 EB染色。可选择制胶时加入EB（要在溶玩胶后，且温度至室温时（用手握住制胶容器，不烫手即可））；或电泳结束后，将胶放入EB溶液中染色。
DNA琼脂糖凝胶电泳原理
电泳出现拖尾现象,英文成为smear,就是弥散其原因,主要从以下两个方面考虑：
1、PCR产物自身原因：
往往由于酶量过多或酶的质量差,dNTP浓度过高,Mg2+浓度过高,退火温度过低,循环次数过多,而造成PCR的非特异性产物 过多
对策：①减少Taq酶的量,或调换另一来源的酶②减少dNTP的浓度③适当降低Mg2+浓度④增加模板量,减少引物的用量 ,减少循环次数,提高退火温度
2、电泳体系的问题：
（1）电泳缓冲液TAE或者TBE的污染,建议更换缓冲液（2）上样时样品漂了,建议增加上样缓冲液的用量,以及小心加样（3）电压太高（4）适当把你的胶的浓度加大（根据你的片断大小而定）（5）观察你的marker是否也存在拖尾现象,作为对照
以前有挺多人问过这个问题了 借用下以往问题的最佳答案
琼脂糖凝胶电泳是常用的用于分离、鉴定DNA、RNA的方法，这种电泳方法以琼脂凝胶作为支持物，利用DNA分子在泳动时的电荷效应和分子筛效应，达到分离混合物的目的。DNA分子在高于其等电点的溶液中带负电，在电场中向阳极移动。在一定的电场强度下，DNA分子的迁移速度取决于分子筛效应，即分子本身的大小和构型是主要的影响因素。DNA分子的迁移速度与其相对分子量成反比。不同构型的DNA分子的迁移速度不同。如环形DNA分子样品，其中有三种构型的分子：共价闭合环状的超螺旋分子（cccDNA）、开环分子(ocDNA)、和线形DNA分子(IDNA)。这三种不同构型分子进行电泳时的迁移速度大小顺序为:cccDNA＞IDNA＞ocDNA
核酸分子是两性解离分子，pH35是碱基上的氨基解离，而三个磷酸基团中只有一个磷酸解离，所以分子带正电，在电场中向负极泳动；而pH80-83时，碱基几乎不解离，而磷酸基团解离，所以核酸分子带负电，在电场中向正极泳动。不同的核酸分子的电荷密度大致相同，因此对泳动速度影响不大。在中性或碱性时，单链DNA与等长的双链DNA的泳动率大致相同。
影响核酸分子泳动率的因素主要是：
1、样品的物理性状
即分子的大小、电荷数、颗粒形状和空间构型。一般而言，电荷密度愈大，泳动率越大。但是不同核酸分子的电荷密度大致相同，所以对泳动率的影响不明显。
对线形分子来说，分子量的常用对数与泳动率成反比，用此标准样品电泳并测定其泳动率，然后进行DNA分子长度（bp）的负对数——泳动距离作标准曲线图，可以用于测定未知分子的长度大小。
DNA分子的空间构型对泳动率的影响很大，比如质粒分子，泳动率的大小顺序为：cDNA＞IDNA＞ocDNA但是由于琼脂糖浓度、电场强度、离子强度和溴化乙锭等的影响，会出现相反的情况。
2、支持物介质
琼脂糖是一种聚合链线性分子。含有不同浓度的琼脂糖的凝胶构成的分子筛的网孔大小不同，适用于分离不同浓度范围的核酸分子。选择不同浓度的凝胶，可以分离不同大小范围的DNA分子。
3、电场强度
电场强度愈大，带点颗粒的泳动越快。但凝胶的有效分离范围随着电压增大而减小，所以电泳时一般采用低电压，不超过4V/cm。而对于大片段电泳，甚至用05-10V/cm电泳过夜。进行高压电泳时，只能使用聚丙烯酰胺凝胶。
4、缓冲液离子强度
核酸电泳常采用TAE、TBE、TPE三种缓冲系统。TAE价格低廉，但缓冲能力低。TPE在进行DNA回收时，会使DNA污染磷酸盐，影响后续反应。所以多采用TBE缓冲液。
在缓冲液中加入EDTA，可以鳌合二价离子，抑制DNase，保护DNA。
缓冲液pH常偏碱性或中性，此时核酸分子带负电，向正极移动。
核酸电泳中以前常用的染色剂是溴化乙锭（ethidium bromide EB）。BE见光分解，应在避光条件下4℃保存。溴化乙锭是一种扁平分子，可以嵌入核酸双链的配对碱基之间。在紫外线照射BE-DNA复合物时，出现不同的效应。254nm的紫外线照射时，灵敏度最高，但对DNA损伤严重；360nm紫外线照射时，虽然灵敏度较低，但对DNA损伤小，所以适合对DNA样品的观察和回收等操作。300nm紫外线照射的灵敏度较高，且对DNA损伤不是很大，所以也比较适用。但EB有毒，现实验室已基本不用，用核酸燃料代替EB。
1、若使用溴化乙锭（EB）需注意安全，EB为中度毒性、强致癌性物质，务必小心，勿沾染于衣物、皮肤、眼睛、口鼻等。所有操作均只能在专门的电泳区域操作，戴一次性手套，并及时更换。
2、预先加入EB时可能使DNA的泳动速度下降15%左右，而且对不同构型的DNA的影响程度不同。所以为取得较真实的电泳结果可以在电泳结束后再用05μg/ml的EB溶液浸泡染色。若胶内或样品内已加EB，染色步骤可省略；若凝胶放置一段时间后才观察，即使原来胶内或样品已加EB，也建议增加此步。
3、制胶若形成气泡需在凝胶液未凝固之前及时清除，否则，需重新制胶；上样时也不要有气泡，容易使样品飘散。
